Modifizierung von Membranoberflächen zur Verbesserung der Blutkompatibilität

Inhaltsverzeichnis

1. Einführung

2. Theoretischer Teil
2.1 Geschichte der Dialyse
2.1.1 Von den Anfängen bis zur ersten Hämodialyse
2.1.2 Erste Dialyse am Menschen und Entwicklung bis heute
2.2 Dialysemembranen (Materialien, Aufbau, Herstellung)
2.2.1 Materialien für Dialysemembranen
2.2.2 Aufbau von Dialysatoren
2.2.3 Herstellung von Hohlfasermembranen
2.3 Blutkompatibilität
2.3.1 Blut - Allgemeines
2.3.2 Das Gerinnungssystem
2.3.3 Das Komplementsystem
2.3.4 Grenzfläche zwischen Biomaterial und Blut (Blutkompatible Beschichtungen)
2.3.5 Biokompatibilität - Ansatzpunkte zur Unterdrückung der Blutgerinnung
2.4 Modifizierung von Polymeroberflächen
2.4.1 Allgemeines
2.4.2 Strahlenchemische Modifizierung von Oberflächen
2.4.3 Modifizierung von Polysulfonoberflächen
2.5 Kopplungschemie

3. Zielstellung

4. Ergebnisse und Diskussion
4.1 Umsetzungen am reaktiven Polysulfon
4.1.1 Umsetzung von PSU-COOH und p-Aminobenzamidin
4.1.2 Umsetzung von PSU-COOH mit Histamin und Agmatin
4.1.3 XPS-Untersuchungen an Oberflächen ausgewählter Polymere
4.1.4 Umsetzung von PSU-COOH mit Jeffamine® M-1000
4.2 Spacerkonzept
4.2.1 Ankopplung von Aminocarbonsäuren und p-Aminobenzamidin in einer Zwei- Schritt-Synthese an PSU-COOH
4.2.2 Ankopplung von 6-Aminohexansäure und 11-Aminoundecansäure an PSU-COOH
4.2.3 Ankopplung von p-ABA an Spacerpolymere
4.2.4 Kopplung eines Amidins mit Spacereinheit
4.3 Herstellen verschiedener Funktionspolymere
4.3.1 Kopplung einer Spacereinheit an Poly(ethylen-alt-maleinsäureanhydrid)
4.3.1.1 Kopplung von Aminohexansäure an Poly(ethylen-alt-maleinsäureanhydrid)
4.3.1.2 Kopplung von Aminoundecansäure an Poly(ethylen-alt-maleinsäureanhydrid)
4.3.2 Kopplung von Wirksubstanzen an Funktionspolymere
4.4 Modifizierung von Flachmembranen und Dialysatoren
4.4.1 Modifizierung von Flachmembranen
4.4.1.1 Immobilisierung von Polyacrylsäure und Poly(ethylen-alt-maleinsäure) auf Flachmembranen durch Bestrahlung
4.4.1.2 Kopplung von bioaktiven Substanzen an modifizierte Flachmembranen
4.4.2 Modifizierung von Hohlfaserdialysatoren
4.4.2.1 Beschichtung von Dialysatoren mit PAA und PEMS
4.4.2.2 Beschichtung der modifizierten Hohlfasermembranen mit verschiedenen Molekülen und Messung der Leistungsparameter
4.5 Tests zur Biokompatibilität an Flachmembranen und fertigen Dialysatoren
4.5.1 Messung der Biokompatibilität an Flachmembranen
4.5.2 Vollblutversuche an Flachmembranen
4.5.2.1 Hämostase Parameter
4.5.2.2 Immunologische Parameter
4.5.2.3 Diskussion der Ergebnisse der Vollblutversuche an Flachmembranen
4.5.2.3.1 PSU/PVP Membran
4.5.2.3.2 PAA-modifizierte Oberfläche
4.5.2.3.3 Jeffamine® M-1000-Beschichtung
4.5.2.3.4 p-Aminobezamidin - Beschichtung
4.5.3 Vollblutversuche an beschichteten Hohlfaserdialysatoren

5. Zusammenfassung und Ausblick
5.1 Zusammenfassung
5.2 Ausblick

6. Experimenteller Teil
6.1 Chemikalien und Lösungsmittel
6.2 Synthese der Polymere
6.2.1 PSU-COOH25% mit p-Aminobenzamidin
6.2.2. PSU-COOH25% mit Histamin
6.2.3 PSU-COOH25% mit Agmatin
6.2.4 PSU-COOH20% mit Jeffamine® M-1000
6.2.5 PSU-COOH25% mit Aminohexansäure
6.2.6 PSU-COOH25% mit Aminoundecansäure
6.2.7 PSU-AUDS25% mit p-Aminobenzamidin
6.2.8 PSU-COOH25% mit Spaceramidin
6.2.9 Poly(ethylen-alt-maleinsäureanhydrid) mit Aminohexansäure
6.2.10 Poly(ethylen-alt-maleinsäureanhydrid) mit Aminoundecansäure
6.2.11 Poly(ethylen-alt-maleimidhexansäure) mit p-Aminobenzamidin
6.2.12 Poly(ethylen-alt-maleimidhexansäure) mit Histamin
6.2.13 Poly(ethylen-alt-maleimidhexansäure) mit Aminopyridin
6.2.14 Poly(ethylen-alt-maleinsäureanhydrid) mit Jeffamine® M-1000
6.3 Modifizierung von Flachmembranen
6.3.1 Modifizierung mit PAA und PEMS/PEMSA
6.3.2 Kopplung von bioaktiven Substanzen an modifizierte Flachmembranen
6.4 Modifizierung von Dialysatoren
6.4.1 Modifizierung von Hohlfaserdialysatoren
6.4.2 Kopplung von bioaktiven Substanzen an modifizierte Hohlfaserdialysatoren
6.5 Untersuchung der Polymere
6.5.1 XPS-Messungen
6.5.2 Kontaktwinkelmessungen
6.5.3 1H-und 13C-NMR-Messungen
6.5.4 DSC-Messungen
6.5.5 Zetapotential-Messungen
6.5.6 Elektronenbestrahlung der Polymere
6.5.7 Laser Scanning Mikroskop
6.6 Bestimmung der Leistungsparameter an Hohlfaserdialysatoren
6.7 Biokompatibilitätstests
6.7.1 Proteinadsorption an Flachmembranen
6.7.2 Thrombinadsorption an Flachmembranen
6.7.3 Vollblutversuche an Flachmembranen
6.7.4 Vollblutversuche an Hohlfaserdialysatoren

7. Literaturverzeichnis

8. Abkürzungsverzeichnis

1. Einführung

Auf der gesamten Welt werden derzeit etwa 1,5 Millionen Menschen mit einer Nierenersatztherapie in Form einer Dialyse oder Transplantation behandelt.^[1] Bei chronischem oder akutem Nierenversagen ist eine extrakorporale Blutreinigung neben der Nierentransplantation die einzige Möglichkeit, Patienten über einen längeren Zeitraum am Leben zu erhalten. Zur Reinigung des Blutes wird oft die Hämodialyse angewandt. Bei der Hämodialyse können die im Blut gelösten Stoffe, welche normalerweise durch die Niere und später über den Harn ausgeschieden werden, aus dem Blut künstlich entfernt werden. Dazu wurden künstliche Membranen entwickelt. Heutzutage werden weitestgehend Hohlfasermembranen verwendet. Der Blutkontakt von Medizinprodukten führt dabei in vielen Fällen zu Komplikationen, wie z.B. zu einer Thrombenbildung. Dies muss unter allen Umständen vermieden werden.^[2] Zur Vermeidung von Komplikationen werden den Patienten Antikoagulanzien verabreicht. Üblicherweise wird dafür Heparin verwendet. Nachdem die Hämodialyse seit den 60er Jahren des letzten Jahrhunderts etabliert ist und die erforderlichen Membranen für ihre Trennfunktion weitgehend optimiert sind, wird seit einigen Jahren versucht, einen Beitrag zur Verbesserung der Biokompatibilität von Dialysemembranen durch Kopplung von für diesen Zweck geeigneten Molekülen zu leisten.^{[3, 4]} Zu Beginn wurde auf die einfachste Immobilisierungsart, die Adsorption von Proteinen, zurückgegriffen. Nachteile dieser Methode bestehen hauptsächlich in den schwachen Bindungskräften des Proteins zum Träger, wodurch die Stabilität gegenüber Verdrängungsprozessen vermindert ist. Adsorptiv gekoppelte Moleküle können sich von der Membran lösen und ins Blut übergehen. Da ein Übergang ins Blut zu Komplikationen führen kann, ist eine kovalente Verankerung von biologisch aktiven Substanzen an der Membraninnenseite erforderlich.

An Zellulosemembranen konnten bereits erfolgreich Heparin und Vitamin E kovalent immobilisiert.^[5-9] Auch an synthetischen Membranen wird zunehmend versucht eine erhöhte Biokompatibilität zu erzeugen (Hirudin-Polyethylenglykol-Komplex an Polymethacrylatmembranen, Bucha; Copolymere mit 2-Methacryloyloxyethyl- phosphorylcholin an Polysulfonmembranen, Ishihara).^[9-11] Von diesen Entwicklungen ist immer noch einzig die Vitamin E-Membran von Terumo® über das Forschungsstadium hinaus gekommen und auf dem Markt erhältlich. Der Verkaufserfolg hält sich jedoch in Grenzen, da es sich hier um eine zellulosische Membran handelt und der allgemeinen Trend in der Dialyse hin zu Polysulfonmembranen geht.^[10-17]

In dem Verbundprojekt SMWA 5561/848 sind kopplungsfähige Hohlfaserdialysemembranen entwickelt und hergestellt worden. Ein Bestandteil dieser neuen Hohlfasermembranen ist ein modifiziertes Polysulfon mit reaktiven Carboxylgruppen (PSU-COOH),^{[12, 13]} welche die Ankergruppen für die kovalent zu immobilisierenden biologisch aktiven Substanzen darstellen. Es konnte nachgewiesen werden, dass sich Ankergruppen an der unmittelbaren Membranoberfläche befinden. Ein nächstes Ziel ist die Funktionalisierung dieser Ankergruppen mit verschiedenen Wirksubstanzen und die Untersuchung der Bio- und Blutkompatibilität.

Alternativ kann auch, um die Herstellung der Membran unverändert zu lassen, die Innenseiten der Hohlfasermembranen nach der Herstellung modifiziert werden. Dies kann durch das Aufbringen von kopplungsfähigen Polymeren auf der Oberfläche geschehen, an die wiederum verschiedene Wirksubstanzen gekoppelt werden können. Hierbei spielt eine besondere Rolle, dass durch die Modifizierung die Membranfunktion erhalten bleiben muss. Bis heute sind solche Membranen noch nicht auf dem Markt.

2. Theoretischer Teil

2.1 Geschichte der Dialyse

2.1.1 Von den Anfängen bis zur ersten Hämodialyse

Obwohl es bereits vor dem schottischen Chemiker Thomas Graham Untersuchungen zur Dialyse gab, prägte er ab dem Jahr 1861 den Begriff Dialyse und gilt auch als „Vater der Dialyse“. Er lieferte als erster eine wissenschaftliche Beschreibung der Vorgänge.^[14] Bei einer Dialyse handelt es sich um einen konzentrationsgetriebenen Membranprozess, mit welchem kleine Teilchen aus Lösungen abgetrennt werden können.^[15] Erste Anwendungen des Dialyseprozesses waren die Trennung von gelösten Substanzen bzw. die Entfernung von Wasser aus Lösungen über semipermeable Membranen. Graham wies bereits auf die Möglichkeiten eines medizinischen Einsatzes der Dialyse hin.^[16] Es gibt bei der Behandlung von akutem und chronischem Nierenversagen drei angewandte Arten der Dialyse. Die Intestinaldialyse und die Peritonealdialyse beruhen auf der Benutzung von körpereigenen Membranen, wobei bei der Intestinaldialyse die Darmschleimhaut und bei der Peritonealdialyse das Bauchfell genutzt wird. Eine Hämodialyse findet extrakorporal durch eine künstliche Membran statt.

Eine erste Beschreibung der extrakorporalen Hämodialyse stammt aus dem Jahr 1913 von Abel, Rowntree und Turner.^[17] Hierbei wurden dem Blut eines lebendigen Kaninchens körpereigene als auch -fremde Stoffe entzogen. Als Dialysat diente eine isotonische Kochsalzlösung und das Membranmaterial bestand aus Kollodium, eine sirupartige Flüssigkeit, die zu einem porösen Film aushärtet.

An Experimenten mit Hunden konnte Abel nachweisen, dass von seiner Apparatur in etwa soviel des verabreichten Natriumsalicylat dialysiert wurde, wie er später im Harn der Tiere ohne Dialyse nachweisen konnte. Seine Apparatur nannte er „artificial kidney“ (künstliche Niere), da die Funktion ähnlich einer Niere war. Sie bestand aus einem Behälter, in dem Kollodiumschläuche in einer isotonischen Kochsalzlösung untergebracht waren. Durch Zugabe von Hirudin konnte das Blut nicht gerinnen. Mit dieser Anordnung (siehe Abbildung 1) konnten während einer zehnstündigen Dialyse 30 cm³ Blut pro Kilogramm Körpergewicht dialysiert werden und dieser Apparat enthielt bereits alle wichtigen Bestandteile späterer Dialysatoren.

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

Abbildung 1: Vividiffussionsapparat nach ABEL (entnommen aus^[18] )

Es sollte noch etwa ein Jahrzehnt dauern bis die erste Hämodialysebehandlung am Menschen durchgeführt wurde.

2.1.2 Erste Dialyse am Menschen und Entwicklung bis heute

Die Geschichte der Hämodialyse setzte sich mit ersten Versuchen an Menschen im Jahre 1924 fort. Hämodialyse ist übrigens die einzige Art der Blutreinigung, welche extrakorporal, also außerhalb des Körpers, stattfindet. Der Versuch am Menschen wurde zuerst von Georg Haas durchgeführt.^[19] Im Vordergrund stand dabei eher die gefahrlose Durchführung der Hämodialyse als das Ergebnis der Blutwäsche, denn die Dauer der ersten Dialyse betrug lediglich 15 Minuten. Der von Haas eingesetzte Apparat ist in Abbildung 2 zu sehen. Er bestand aus Kollodiumschläuchen als Grundeinheit. Diese waren in einem etwa 1,6 m langen Glasbehälter untergebracht, in dem etwa 8-10 Liter Ringerlösung (Ringer-Infusionslösung enthält pro Liter: 8,60 g NaCl 0,30 g KCl und 0,33 g CaCl2) als Dialysat dienten.

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

Abbildung 2: Dialyseapparat nach Haas (entnommen aus Literatur^[20] )

Bevor die Hämodialysen jedoch auf längere Zeiträume ausgedehnt werden konnten (denn erst ab zwei Stunden Dauer stellt sich ein therapeutischer Nutzen ein), mussten die Mittel gegen die Blutgerinnung weiter verbessert werden. Erst mit der Verwendung von Heparin ab dem Jahr 1928 konnte eine Dialyse ohne Nebenwirkungen durchgeführt werden und leitete dadurch eine historische Wende in der Hämodialyse ein.^[18]

Seit 1937 stand das durch Thalhimer erfundene Zellophan als semipermeables Membranmaterial mit besseren Leistungsmerkmalen Verfügung.^[21] Zellophan war einfacher und günstiger herzustellen und war deutlich robuster als das vorher verwendete Kollodium.^[22] Die erste klinische Hämodialyse mit einem Dialysator aus einer Zellophanmembran wurde im Jahre 1943 durch Kolff und Berk durchgeführt.^[23] Seine künstliche Niere war die sogenannte „Trommelniere“ (siehe Abbildung 3). Das Blut strömte dabei durch einen etwa 40 m langen Zellophanschlauch und wurde durch Drehung des Korbes weitergeleitet. Die Hälfte des Schlauches wurde in eine Dialysierlösung getaucht. Mit dieser Methode waren aber nur maximal zwölf Dialysen möglich, da danach das Reservoir an oberflächlichen, nutzbaren Blutgefäßen erschöpft war. Denn nach einmaliger Benutzung mit einer zur damaligen Zeit gebräuchlichen Kanüle aus Glas, welche sehr dick waren, konnten die Venen für eine weitere Dialysebehandlung nicht mehr genutzt werden.

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

Abbildung 3: Trommelniere nach Kolff (entnommen aus^[24] )

Nach den Entwicklungen von Kolff, welche die Hämodialyse der klinischen Anwendung zuführte, wurden in den nächsten Jahren vor allem die Apparate weiterentwickelt. Sie wurden kleiner und einfacher handhabbar. Der Schwede Nils Alwall entwickelte einen Dialysator mit dem zum ersten Mal eine Ultrafiltration möglich war („Alwall-Dialysator“). Claus Moeller aus Deutschland entwickelte 1948 einen Dialysator mit einem Gegenstromprinzip, wie es auch heute gebräuchlich ist. Bis in die 60er Jahre des 20. Jahrhunderts konnte die Hämodialyse nicht für chronisch kranke Patienten angewendet werden, da es wie weiter oben beschrieben, keinen geeigneten Gefäßzugang gab. Das änderte sich mit der Entwicklung des sogenannten Scribner-Shunts^[25], der es ermöglichte die Gefäße eines Patienten über Jahre hinweg offen zu halten. Damit wurde der Weg zur heutigen Dialyse geebnet.

2.2 Dialysemembranen (Materialien, Aufbau, Herstellung)

2.2.1 Materialien für Dialysemembranen

Nachdem nun die wichtigsten Probleme auf dem Weg zur Dialyse von chronisch kranken Dialysepatienten erfolgreich gelöst wurden, fand auch eine Entwicklung von Dialysemembranen aus verschiedenen Materialien statt.

Generell kann man dabei Dialysemembranen heute in zwei Familien gliedern. Auf der einen Seite Membranen die auf Zellulose basieren und auf der anderen Seite die synthetischen Membranen. In Tabelle 1 sind die am häufigsten eingesetzten Membranmaterialien kurz dargestellt.

Tabelle 1: Übersicht über gebräuchliche Materialen für Dialysemembranen (aus^[26] )

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

Die in dieser Arbeit verwendeten Hohlfaserdialysemembranen sind von der Firma ASCALON GmbH zur Verfügung gestellt worden und bestehen aus Polysulfon (PSU) und Polyvinylpyrrolidon (PVP) (Abbildung 4). Polysulfone gelten als sogenannte Hochleistungskunstoffe.^[27] Sie sind polare Thermoplaste, welche hervorragende mechanische, chemische und thermische Eigenschaften besitzen.^[27] Dies zeigt sich z.B. in einer hohen Steifigkeit, Beständigkeit gegen Säuren und hohen Dauergebrauchstemperaturen. So können aus Polysulfon hergestellte Hohlfasern sowohl per Heißdampf sterilisiert werden als auch mit energiereicher Strahlung, wie beta- oder gamma-Strahlung. PSU wird durch Polykondensation von Bisphenol A und 4,4'-Dichlorsulfonyldiphenylmethan bei Temperaturen bis 250°C hergestellt.^[28] Bei der Herstellung von Dialysemembranen dient PSU als Gerüstsubstanz.

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

Abbildung 4: Strukturen von Polysulfon und Polyvinylpyrrolidon

Das Monomer von Polyvinylpyrrolidon erhält man durch die Vinylierung von Pyrrolidon. Es wird in wässriger Lösung mit Hydrogenperoxid in Gegenwart aliphatischer Amine polymerisiert.^[28] PVP findet eine breite Verwendung als Hilfsstoff in der pharmazeutischen Industrie. Aber auch als Komplexierungs- und Bindungsmittel, in Klebstoffen, in Lebensmitteln oder als Augentropfen findet PVP vielfältige Anwendung.

Da PSU ein hydrophobes Polymer ist, wird bei der Herstellung einer asymmetrischen Hohlfaser eine hydrophile Komponente beigefügt. Bei Hohlfasermembranen aus PSU wird PVP zur Polymerlösung gegeben. Dies dient zur Erhöhung der Hydrophilie der Hohlfasermembran und andererseits wird die hydrophile Komponente teilweise während des Fällprozesses durch das Fällmittel ausgewaschen. Dadurch kann eine Porenstruktur erzeugt werden. Es entsteht dabei über die Membranwand ein Gradient in der PVP-Konzentration. An der Membraninnenseite beträgt die Konzentration etwa 30-40 %, während die Gesamtkonzentration an PVP in der gesamten Membran nur 4-6 % beträgt.

Im folgenden Kapitel wird auf den Aufbau und die Herstellung von Hohlfasermembranen genauer eingegangen.

2.2.2 Aufbau von Dialysatoren

Vom Aufbau her gibt es für Dialysemembranmodule zwei generell verschiedene Konstruktionen. Zum einen Parallelplattendialysatoren, und die in dieser Arbeit verwendeten, Hohlfaserdialysatoren.

Die Klassifizierung von Membranen ist schematisch in Abbildung 5 dargestellt. Dabei unterscheidet man die Membranen nach Herkunft, Werkstoff und Morphologie. Dialysemembranen ordnen sich in die synthetisch, porösen Membranen ein. Weiterhin kann man bei porösen Membranen zwischen symmetrischen und asymmetrischen Membranen unterscheiden.

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

Abbildung 5: Schema der Unterscheidungsmerkmale von Membranen (aus^[29] )

Symmetrische Membranen (Abbildung 6) haben meist die Struktur von Tiefenfiltern, sind über die gesamte Membrandicke homogen und besitzen auf der Innen- und Außenseite vergleichbare Porengrößen. Meistens wird diese Art der Membranen aus Zellulose und seinen Derivaten hergestellt. Durch ihre hohe mechanische Stabilität können sie besonders dünnwandig sein.

Asymmetrische Membranen (Abbildung 6) bestehen aus einer sehr dünnen, inneren Porenschicht, die nach außen in ein grobporiges Materialgefüge übergeht. Die innere Membran ist für die Stofftrennung bestimmend, die Unterschicht hat lediglich Stützfunktion. Da die mechanische Stabilität durch diesen inneren Aufbau wesentlich geringer gegenüber den symmetrischen Membranen ist, muss die Wandstärke etwa 3-10 mal so dick sein. Durch die große Wandstärke werden Diffusionsvorgänge erschwert, was die Eliminierung von kleinen Molekülen schwierig macht. Diese Art der Membranen wird vorwiegend aus synthetischen Materialien hergestellt. Hohlfaserdialysemembranen aus PSU/PVP gehören ebenfalls zu dieser Klasse.

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

Abbildung 6: Abbildung einer symmetrischen und einer asymmetrischen Membran (aus^[29] )

2.2.3 Herstellung von Hohlfasermembranen

So zahlreich wie die Materialien zur Herstellung von Dialysemembranen, so zahlreich sind auch die Verfahren um sie herzustellen. Allen gemeinsam ist das Lösen der jeweiligen Polymere in einem geeigneten Lösungsmittel. Die Ausfällung geschieht in einem Lösungsmittel, welches nur den Porenbildner lösen kann.

Bei der Herstellung von Hohlfaserdialysemembranen aus PSU und PVP werden die Polymere in Dimethylacetamid (DMAc) gelöst. Die Zusammensetzung der Lösung beträgt dabei 80% DMAc, 16% PSU und 4% PVP. Diese Polymerlösung wird aus Düsen in ein hauptsächlich mit Wasser gefülltes Fällbad eingespritzt. Für die Herstellung einer Hohlfaser benötigt man zwei Fällfronten. Diese erzeugt man, indem man in die Polymerlösung ein wässriges Innenfällmittel einleitet und beides zusammen in das Fällbad einleitet. Dabei erfolgt eine Phaseninversion^[30] zu einer gelartigen Polymerphase der Membran mit einem geringen Gehalt an Lösungsmittel und einer flüssigen Phase. Da der Konzentrationsgradient des Fällmittels an der Grenzschicht besonders hoch ist, erfolgt dort die sofortige Bildung einer Membranhaut. Dadurch wird der Konzentrationsausgleich zwischen Polymerlösung und Fällmittel verzögert. Die darunter entstehenden Membranschichten sind durch die verringerte Koagulationsgeschwindigkeit zwangsläufig anders. Es entsteht eine asymmetrische Membran. Das enthaltene wasserlösliche PVP wird aus den Poren der Hohlfasermembran ausgewaschen.

Da nach dem Spinnprozess immer noch Lösungsmittelreste innerhalb der Membran vorhanden sind, müssen diese durch auswaschen bzw. trocknen entfernt werden. Das Auswaschen geschieht bei hochsiedenden Lösungsmitteln wie DMAc üblicherweise mit Wasser. Eine schematische Darstellung des Herstellungsprozesses ist in Abbildung 7 gezeigt.

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

Abbildung 7: Schema zur Herstellung von Hohlfasermembranen

Eine Dialysemembran sollte die folgenden Anforderungen erfüllen:

1. Die Membran muss in höchstem Maß bio- und blutkompatibel sein.
2. Die Membran muss für alle bekannten harnpflichtigen Substanzen durchgängig sein und sollte die Trenneigenschaften der Niere besitzen.
3. Es dürfen keine zellulären Bestandteile und Makromoleküle des Blutes die Membran durchdringen können.
4. Die Membran muss eine hohe Stabilität haben.
5. Die Wasserdurchlässigkeit muss den klinisch angewendeten, extrakorporalen Dialyseverfahren angepasst sein.
6. Die Membran muss in ausreichender Menge reproduzierbar und kostengünstig herstellbar sein.
7. Die Membran sollte für eine eventuelle Mehrfachverwendung des Dialysators geeignet sein.^[31]

Das letztendliche Ziel der Hersteller von Dialysemembranen ist eine symptomfreie Behandlung, welche lang anhaltend ist und die Morbidität und Mortalität von Patienten reduziert. Dazu gehört vor allem eine gute Bio- und Blutkompatibilität.

2.3 Blutkompatibilität

2.3.1 Blut - Allgemeines

Blut ist eine Körperflüssigkeit, welche vielfältige Funktionen im Körper erfüllt. So ist es vor allem zuständig für den Transport von Atemgasen, Nährstoffen, den daraus hergestellten Metaboliten, Hormonen und Vitaminen. Weiterhin ist Blut wichtig für die Homöostase, dem Schutz vor Blutverlust durch die Verschließung von Gefäßverletzungen und es hat eine Abwehrfunktion.^[32] Wichtig bei der Dialyse sind vor allem die Transportfunktion des Blutes, um Abfall- oder Giftstoffe zu den künstlichen Nieren zu transportieren und über diese auszuscheiden. Ebenso wichtig ist aber die Reaktion von Blut gegen Gefäßverletzungen bzw. die Reaktion an körperfremden Oberflächen.

Die wichtigsten Bestandteile sind das Blutplasma, mit den darin enthaltenen roten Blutkörperchen, die weißen Blutzellen und die Blutplättchen. Im Blutplasma sind etwa 60-80 g/l Proteine enthalten, welche in Albumine und Globuline unterteilt werden. Diese Proteine spielen eine große Rolle bei der Blutgerinnung.

2.3.2 Das Gerinnungssystem

Die Blutgerinnung ist ein sehr komplexer physiologischer Prozess. Sie ist lebenswichtig für jeden Organismus und schützt ihn vor übermäßigem Austritt von Blut aus dem Blutkreislauf und ist Voraussetzung für die Wundheilung. In dem Mechanismus der Blutgerinnung gibt es sogenannte Faktoren, die von römisch 1 bis 13 nummeriert sind.

Bei der Gerinnung wird zwischen dem extrinsischem und dem intrinsischem Weg unterschieden. Der extrinsische Weg ist ein exogener Mechanismus, welcher durch eine Verletzung von Gewebe entsteht. Der intrinsische Weg ist ein endogener Mechanismus, kommt also von innen heraus und findet meist statt, wenn Blut auf körperfremde Oberflächen trifft.

Bei der Dialyse wird also der intrinsische Mechanismus ausgelöst, sobald Blut außerhalb des Körpers gelangt. In Abbildung 8 ist eine stark vereinfachte Darstellung der Gerinnungskaskade wiedergegeben.

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

Abbildung 8: Ablauf der extrinsischen und intrinsischen Gerinnungskaskade

Der intrinsische Weg wird vor allem durch negativ geladene Oberflächen in Gang gesetzt. Hierbei wird Faktor XII (sprich Faktor 12) zuerst in seine aktive Form Faktor XIIa überführt. In weiterer Folge werden in der Gerinnungskaskade die Faktoren XI und IX aktiviert. Der Faktor IXa lagert sich mit Ca2+-Ionen und dem Plättchenfaktor 3 zusammen und aktiviert proteolytisch Faktor X. Hier laufen der intrinsische und extrinsische Mechanismus zusammen. Diese Aktivierung von Faktor X kann wiederum durch den aktivierten Faktor VIII beschleunigt werden, welcher durch das inzwischen gebildete Enzym Thrombin aktiviert wird.^[32] Thrombin wird vom Faktor X als Prothrombin oder Faktor II abgespalten. Von diesem wird dann proteolytisch Thrombin abgespalten. Damit endet die Aktivierungsphase und es beginnt die Koagulationsphase.

Dabei spaltet Thrombin aus dem noch inaktiven Fibrinogen (Faktor I) Fibrin ab. Diese Fibrinmonomere lagern sich elektrostatisch aneinander und werden mittels Faktor XIIIa durch Bildung von kovalenten Bindungen in ein Fibrinpolymer überführt. Dieses Fibrinpolymer stabilisiert die bereits an der Oberfläche anhaftenden Thrombozyten und es bildet sich ein unlöslicher Thrombus. Durch Einfangen von roten Blutkörperchen bildet sich die rote Farbe aus.

2.3.3 Das Komplementsystem

Eine weitere Antwort des Körpers im extrakorporalen Blutkreislauf stellt das Komplementsystem dar. Es handelt sich dabei um ein unspezifisches humorales Immunsystem, welches vor allem für die Abwehr bakterieller Infekte zuständig ist. Zusätzlich vermittelt es eine Vielzahl von entzündlichen Reaktionen im Gewebe.

Genauso wird das Komplementsystem aber auch aktiviert wenn Blut mit körperfremden Materialien in Berührung kommt. Im Komplement sind wie bei der Blutgerinnung verschiedene Faktoren beteiligt. Insgesamt sind etwa 30 verschiedene Proteine beteiligt. Hier gibt es genau wie bei der Blutgerinnung eine Kaskade, die einsetzt sobald ein Fremdkörper erkannt wird. Das Komplementsystem kann durch zwei Wege aktiviert werden. Den alternativen und den klassischen Weg.

Bei der Dialyse kann die Auslösung des Komplementsystems zu entzündlichen Reaktionen und akuten klinischen Konsequenzen kommen.

2.3.4 Grenzfläche zwischen Biomaterial und Blut (Blutkompatible Beschichtungen)

Materialien gelten als biokompatibel, falls sie die Eigenschaft besitzen in einer biologischen Umgebung eine gewünschte Funktion zu erfüllen und im Idealfall keine Reaktion des biologischen Gastgebers hervorrufen.^[33] Sobald Blut mit einer fremden Oberfläche in Berührung kommt, es also nicht mehr die Endothelzellen der Blutgefäßwand spürt, findet eine Reaktion an dieser fremden Oberfläche statt.

Schematisch ist dies in Abbildung 9 gezeigt. Nach dem Kontakt mit einer extrakorporalen Oberfläche setzt zuerst Proteinadsorption ein. Welche Proteine adsorbiert werden hängt von der Beschaffenheit der Oberfläche ab. Je nach Flussgeschwindigkeit des Blutes kommt es dann zu verschiedenen Reaktionen an deren Ende der Verschluss des Gefäßes steht.

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

Abbildung 9: Schematischer Ablauf bei Blutkontakt mit fremden Oberflächen

2.3.5 Biokompatibilität - Ansatzpunkte zur Unterdrückung der Blutgerinnung

Um einer Reaktion des Blutes entgegenzuwirken gibt es mehrere Strategien. Eine der wirksamsten Methoden ist die Inhibierung der Thrombinbildung und anderer Koagulationsfaktoren. Durch die Wahl spezifischer Moleküle kann in jeden der zahlreichen Koagulationsfaktoren der Blutgerinnung direkt eingegriffen werden und es existiert eine Vielzahl an Antikoagulanzien.^[34] Ebenfalls können Vitamin K- Antagonisten verwendet werden. Hierzu zählt zum Beispiel die Klasse der Cumarine. Diese hemmen die von der Anwesenheit von Vitamin K abhängigen Produkte bestimmter Gerinnungsfaktoren in der Leber und setzen mit ihrer Wirkung daher erst langsam ein.^[35]

Andere, auch vom Körper verwendete Strategien sind die Inhibierung der Blutplättchenfunktion durch die Synthese von Prostaglandin I2 oder die Inhibierung des fibrinolytischen Enzymsystems.^[26]

Einer der Hauptansatzpunkte in der Vermeidung der Blutgerinnung ist, dass im Blut vorhandene Enzym Thrombin entscheidend zu inaktivieren. Dies kann sowohl über direkte als auch über indirekte Maßnahmen geschehen. Ein direkter Weg ist die Verwendung von Proteaseinhibitoren. Diese blockieren das aktive Zentrum indem sie eine stärkere Bindung aufweisen als die Aminosäure Arginin, welche vom aktiven Zentrum gespalten werden kann.

In Abbildung 10 ist einer der potentesten synthetischen Inhibitoren von Thrombin dargestellt. Hierbei handelt es sich um den kompetitiven Inhibitor N-(2- naphthalenesulfonyl)-glycyl-(D)-4-aminophenyl-alanyl-piperidin (NAPAP). Diese Substanz erreicht durch die Ersetzung der Guanidinoalkyl-Seitenkette des Arginins durch eine Benzamidingruppierung eine stärkere Fixierung an der Substratbindungsstelle im Thrombin. Durch die zusätzlichen apolaren Substituenten werden ausgeprägte hydrophobe Wechselwirkungen mit anderen Domänen in der Bindungstasche wirksam. Die Inhibitorkonstante Ki von NAPAP beträgt 0,006 µmol.^[36]

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

Abbildung 10 : Thrombininhibitoren NAPAP mit Wirkungsbeziehung (links) und p-Aminobenzamidin (rechts)

Durch ungünstige pharmakokinetischen Eigenschaften und wegen seiner toxischen Wirkung kann NAPAP nicht in der Therapie als Antikoagulanz eingesetzt werden.^[37] Der Hauptangriffspunkt von NAPAP und seinen Derivaten sind die Aminosäuren Asp189 und Gly219 in der Bindungstasche des Thrombins. Mit diesen Aminosäuren werden ionische Bindungen über die Amidinkomponente gebildet. Für eine Wirkungsbeziehung würde also bereits ein Molekül wie p-Aminobenzamidin (ABA) ausreichen. Die Inhibitorkonstante ist dabei etwa 213 µM^[38], also über 35000 mal schwächer wie NAPAP. Oberflächengebundenes ABA kann seine Wirkung nicht vollständig entfalten, da die Lage zum aktiven Zentrum des Thrombins nicht optimal ist.

Auf diesem Gebiet wurde am Leibniz-Institut für Polymerforschung Dresden bereits in den letzten Jahren viel Forschungsarbeit geleistet. So wurden an ABA aliphatische Moleküle und verschieden lange PEG-Spacer chemisch gekoppelt. Das mit einem Spacer ausgestattete ABA wurde auf Polymeroberflächen immobilisiert. Als Substrat diente dabei in den meisten Fällen Poly(octadecen-alt-maleinsäureanhydrid). Auf den Oberflächen mit ABA konnte eine deutliche Verbesserung der Hämokompatibilität festgestellt werden.^[38-41]

Ein weiterer Ansatzpunkt zur Unterdrückung der Blutgerinnung ist die Behandlung mit Heparin und seinen Derivaten. Heparin ist ein aus tierischen Organen gewonnenes, sulfatiertes Glycosaminoglycan. Seit den 40er Jahren des 20. Jahrhunderts findet es klinische Anwendung als Antithrombotikum. Die Wirkungsweise von Heparin beruht auf einer Pentasacchariddomäne (Abbildung 11), welche den Serinproteaseinhibitor Antithrombin III aktiviert, welcher in der Gerinnungskaskade Thrombin und den Faktor Xa inhibiert.^[42]

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

Abbildung 11: Pentasaccharidstruktur der Antikoagulanz Heparin

Neben den spezifischen Wechselwirkungen, die an genau bestimmbaren Punkten in der Gerinnungskaskade eingreifen, gibt es Substanzen, welche aufgrund ihrer chemischen Eigenschaften („Bauweise“) eine Blutgerinnung vermeiden können. Die Wirkungsweise beruht im Allgemeinen auf der Vermeidung von Proteinadsorption auf der extrakorporalen Oberfläche. Die Verbindungsklasse, von denen ein solches Verhalten besonders gut bekannt ist, sind die Polyethylenglykole (PEG) und deren Derivate.

Scheinbar liegt der Vermeidung unspezifischer Proteinadsorption bei PEG ein passiver Unterdrückungsmechanismus zu Grunde. In der Literatur sind PEG- Strukturen bekannt für ihre proteinrepulsiven Eigenschaften.^{[43, 44]} Der Mechanismus ist noch nicht vollständig verstanden. Angenommen werden aber sterische Effekte aufgrund der bürstenartigen Struktur von PEGylierten Oberflächen.^[45]

2.4 Modifizierung von Polymeroberflächen

2.4.1 Allgemeines

Für die Immobilisierung von Molekülen an Oberflächen gibt es eine Reihe von Verfahren, die jeweils ihre Vor- und Nachteile besitzen. In Tabelle 2 sind einige der wichtigsten Verfahren zusammengefasst.^[46]

Tabelle 2: Übersicht der Verfahren zur Modifizierung von Polymeroberflächen

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

Als einfachste Oberflächenmodifizierung gilt die Physisorption von z.B. Proteinen auf hydrophoben Oberflächen. Die erreichte Oberflächenkonzentration ist eher gering und durch die unspezifische Bindung ist die Stabilität der Oberfläche eher mäßig. Gezielter und schonender ist die Verwendung von Affinitätsreaktionen, z.B. von Avidin und Biotin. Auch Komplexe mit Übergangsmetallen können für eine orientierte Immobilisierung verwendet werden.^[47]

Selbstorganisierende Schichten können z.B. durch langkettige Thiole auf Goldoberflächen realisiert werden.^[48] Auch die Verwendung von polyionischen Schichten ist verbreitet und gut untersucht.^[49]

Durch kovalente Methoden können sehr hohe Stabilitäten erreicht werden. Es können neben der Stabilität auch günstige, maßgeschneiderte funktionale Eigenschaften erreicht werden.^[50]

Ein erster Vorteil besteht in einer gesteigerten Biokompatibilität von Dialysemembranen bei entsprechend eingesetzten Polymeren. Durch den Einsatz von hydrophilen Polymeren kann nicht nur wie in Kapitel 2.2.3 beschrieben die Symmetrie der Hohlfasermembran gesteuert werden, sondern auch eine verbesserte Biokompatibilität erreicht werden. So kann mit dem Zusatz von solchen Polymeren die unspezifische Adsorption von Proteinen bereits um ein gewisses Maß reduziert werden. Einige der verwendeten hydrophilen Polymere sind in Tabelle 3 abgebildet. So koppelten Park et al.^[51] PEG kovalent an PSU über eine Chloromethylierung an, während Roux et al.^[52] ein Blockcopolymer aus PSU und PEO herstellte. Andere wiederum wie Higuchi et al. pfropften PVP kovalent auf PSU-Membranen auf und erzielten so eine höhere Hydrophilie.^[53]

Tabelle 3: Hydrophile, funktionelle Gruppen an Polymeren und deren Beispiele

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

Durch die Kopplung der hydrophilen Moleküle an Oberflächen kommt es nur zu einer lokalen, auf das extrakorporale Zirkulationssystem beschränkte Wirkung, während im Körperkreislauf die Blutgerinnung unbeeinflusst bleibt.

2.4.2 Strahlenchemische Modifizierung von Oberflächen

Die ersten Arbeiten zur Strahlenbehandlung von Polymeren kamen von Charlesby^[54], welcher feststellte, dass unter der Einwirkung von ionisierender Strahlung Polymermoleküle vernetzen können. Dadurch können die physischen und chemischen Eigenschaften von Polymeren verändert werden. Durch Radikalbildung können chemische Reaktionen ablaufen, z.B. Polymerisation oder Vernetzung. Dabei sind die Veränderungen abhängig von der Struktur des Polymers und der Art der Strahlung.

Ionisierende Strahlung können entweder durch elektromagnetische Wellen wie UV/VIS-, gamma- oder Röntgenstrahlen erzeugt werden oder durch Korpuskularstrahlungsarten wie Elektronen, Protonen oder Neutronen. Zur Polymermodifizierung wird häufig Elektronenstrahlung verwendet.^[55]

Am Leibniz-Institut für Polymerforschung ist ein Elektronenbeschleuniger vorhanden (siehe Abbildung 12), welcher in der Lage ist, Elektronen mit einer Energie von 0,6 bis 1,5 MeV zu beschleunigen. Durch die Regelbarkeit des Elektronenbeschleunigers kann die Dosisleistung den entsprechenden Bedürfnissen angepasst werden. Die maximale Dosis ist bei 1000 kGy*m/min erreicht. Die maximale Modifizierungstiefe liegt bei 6000 g/m2. Das bedeutet je dichter ein Bestrahlungsgut ist, umso geringer ist die Eindringtiefe in das zu bestrahlende Gut.

Bei einem Elektronenbeschleuniger werden von einer Glühkathode emittierte Elektronen in einem elektrischen Feld beschleunigt und letztlich in einem magnetischen Feld abgelenkt, um als aufgefächerter Strahl auf das zu bestrahlende Objekt zu treffen. Die Elektronen werden mittels Linearbeschleuniger oder Ringkreisbeschleuniger auf fast Lichtgeschwindigkeit gebracht. Die Reichweite dieser Strahlung hängt wie schon beschrieben im Wesentlichen von der aufgewendeten Energie des Beschleunigers sowie der Dichte und Dicke des bestrahlten Gutes ab. Nicht vernachlässigbar ist auch die Entfernung von der Strahlungsquelle. Im Allgemeinen können so Eindringtiefen von einigen Zentimetern realisiert werden. Bei dem Eintritt von Elektronenstrahlung in das zu bestrahlende Gut kommt es zu Wechselwirkungen mit den Elektronen der Atome des Gutes. Durch die jeweilige Intensität der Strahlung werden die getroffenen Elektronen entweder auf eine höhere Bahn gehoben oder ganz aus dem Atom herausgeschlagen. Durch diese herausgeschlagenen Elektronen können wiederum Sekundärionisationen hervorgerufen werden.^[55]

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

Abbildung 12: Elektronenbeschleuniger am Leibniz-Institut für Polymerforschung Dresden

Eine chemische Kopplung von Molekülen an Polymeren erfordert ein Vorhandensein von funktionellen Gruppen am Polymer, an welche die Wirksubstanzen gekoppelt werden können. Bei einem Pfropfen durch Strahlen (UV-, beta- oder gamma- Strahlung) ist eine Vorbehandlung der Polymeroberfläche nicht nötig.^[56] Die Bestrahlung erfolgt in einem Dosisbereich bis 100kGy. Dieser Dosisbereich gilt als Mittel-Dosierbereich und ist die übliche Dosis bei Sterilisierungsvorgängen und Polymermodifizierungen.^[55] Neben dem Pfropfen kann auch strahlenchemische Vernetzung stattfinden. Eine Besonderheit dabei ist der Verzicht auf Hilfsstoffe, wie Vernetzer oder Initiatoren. Gerade bei der medizinischen Applikation ist dies von Vorteil, da keine toxischen Stoffe eingesetzt werden. Eine Konkurrenzreaktion bei einer strahlenchemischen Behandlung stellt immer der Abbau des Polymers dar. Dieser kann aber von Polymer zu Polymer sehr unterschiedlich sein.

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

Abbildung 13: Ablaufende Reaktionen bei Bestrahlung von Polymeren (aus^[57] )

Durch den Einsatz von Elektronenstrahlen können im Polymer die in Abbildung 13 dargestellten Reaktionen hervorgerufen werden. Es können Doppelbindungen durch Disproportionierung generiert werden oder das Verknüpfen mit anderen Polymeren, so genanntes Vernetzen. Eine meistens unerwünschte Reaktion sind Kettenbruchreaktionen. Diese führen zum Abbau des Polymers. Durch die Wahl der Dosis können Kettenbrüche und der Abbau vermindert werden. Gleichzeitig muss die Dosis aber so gewählt werden, dass es in etwa derjenigen Leistung entspricht, welche im Sterilisationsprozess der Hohlfasermembranen aufgewendet werden. Die Gründe hierfür liegen in der Wirtschaftlichkeit dieses Schrittes.

PSU ist wie weiter vorn bereits beschrieben mechanisch und chemisch sehr stabil. So kann es bei einer Behandlung mit Elektronenstrahlen Dosisleistungen von bis zu 2000 kGy standhalten bevor deutliche Abbaureaktionen messbar sind. Erst ab einer Dosis von etwa 800 kGy sind Vernetzungsreaktionen messbar.^[58] Hill et al. zeigten, dass bereits bei einer Dosis von 0,5 kGy/h PSU unter gamma-Bestrahlung vernetzen kann.^[59] Dies geschieht dabei meist in einer Y-Vernetzung anstelle einer H-Vernetzung (siehe Abbildung 14). Das Aufbringen eines größeren Moleküls auf eine Polymeroberfläche sollte optimalerweise durch mehrere H-Vernetzungen (siehe Schema 1 in Abbildung 14) stattfinden, da dadurch das Molekül fest an die Polymeroberfläche gebunden wird und eine biologische Funktion noch gewährleistet werden kann. Eine Y-Vernetzung zwischen PSU und dem aufzubringenden Polymer sollte aufgrund der Kettenlängen der aufgebrachten Polymere nicht so oft vorkommen. Bei PVP wurden ab einer Dosis von 94 kGy Vernetzungen beobachtet.^[60]

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

Abbildung 14: Schema für die Vernetzungsmöglichkeiten von Polymeren (aus^[59] )

Voraussetzung für eine strahlenchemische Vernetzung zwischen Polymeren ist die Radikalbildung an seitenständigen Gruppen und die Rekombination zwischen den zu vernetzenden Polymeren. Vor allem bei der Erzeugung von Hydrogelen ist eine Vernetzung auch im aufzubringenden Polymer erforderlich. Für die Anbindung einer Monolage auf ein Polymer ist nur die Vernetzung zwischen zwei verschiedenen Polymeren notwendig.

2.4.3 Modifizierung von Polysulfonoberflächen

Für die Modifizierung von Polysulfonoberflächen können sechs grundsätzliche Methoden angewendet werden.^[61] Die mechanischen Eigenschaften des Polysulfons sollen dabei möglichst erhalten werden.

1. Das Blending mit hydrophilen Polymeren wie etwa 2- Methacryloyloxyethylphosphorylcholine (MPC)^{[11, 62, 63]}, Polyvinylpyrrolidone^{[64, 65]} oder anderen amphiphilen Polymeren. So stellten Roux et al.^[52] Blockcopolymere mit PEO-Einheiten her und erreichten eine erhöhte Hydrophilie der Oberfläche.
2. Pfropfen von anderen Polymeren an PSU. Beispiele hierfür sind das Pfropfen von PEG via UV-Strahlung^[66]
3. Copolymerisation von aufgepfropften Monomeren. Ulbricht et al.^[67] pfropften Acrylsäuremonomere an Polysulfon und polymerisierten Polyacrylsäure als „Polymertentakel“.
4. Pfropfen eines Monomers als Träger einer funktionelle Gruppe und die kovalente Immobilisierung an dieser. So zeigten wiederum Ulbricht et al.^[68] die kovalente Immobilisierung von BSA an mit PAA gepfropftes Polysulfon unter Ausnutzung der Carbodiimidchemie.
5. Pfropfen von kleineren Molekülen an Polymere. So gelang es Kim et al.^[69] Insulin und Heparin an PTFE kovalent anzubinden.
6. Beschichtung mit hydrophilen Copolymeren. Ueda et al.^[70] gelang die Beschichtung mit MPC-Copolymeren auf PE-Oberflächen. Lewis et al.^[71] konnten ebenfalls eine Beschichtung von MPC-Copolymeren auf Blutfiltern realisieren.

Die Modifizierung mit Carboxylgruppen, welche in Kapitel 2.5 näher beschrieben wird, kann ebenfalls als Modifizierung der Polysulfonoberfläche verstanden werden, da ja im weitesten Sinne auch die Oberfläche des Polysulfons verändert wird. Die Reaktionen zur Einführung von Carboxylgruppen an Polysulfon können unterteilt werden in nucleophile und elektrophile Reaktionen, Substitutionsreaktionen, Nitren-, UV- und Radikal-induzierte Reaktionen.^[72]

2.5 Kopplungschemie

Eine bevorzugte funktionelle Gruppe zur kovalenten Kopplung ist die Carboxylfunktion. Von ihr ausgehend können kovalente Ester- oder Amidbindungen gebildet werden.

Ausgangsbasis für die zu koppelnden Materialien war modifiziertes Polysulfon, ein sogenanntes Polysulfon Plus (PSU-COOH). Hierbei handelt es sich um ein Polysulfon mit variierenden Carboxylgruppengehalt. Die Synthese der Polysulfone erfolgt normalerweise durch die Reaktion von aromatischen Dichlordiphenylsulfonverbindungen mit aromatischen Diolen (Bisphenol A) in Gegenwart von Kaliumcarbonat (Abbildung 15).

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

Abbildung 15: Reaktionsschema der Herstellung von Polysulfon

Die Grundstruktur der Polysulfone kann durch die Änderung der Diol-Komponente variabel verändert werden. Für die Synthese wurden verschieden große Anteile des Bisphenol A durch 4,4-Bis(4-hydroxyphenyl)-pentansäure (DPA) ersetzt. Es entstanden so Polysulfone mit 5, 10, 20, 25 und 100% DPA-Anteil.

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

Abbildung 16: Reaktionschema der Herstellung von Polysulfon Plus (PSU-COOH)

Für die Kopplungsreaktionen an der Carboxylfunktion des PSU-COOH kamen zwei Reaktionstypen in Betracht. Zum einen die Reaktion der Carboxylfunktion mit einer Hydroxylgruppe zu einem Ester und zum anderen die Reaktion zu einem noch stabileren Carbonsäureamid durch die Reaktion mit einer Aminfunktion.

Da bei Estern immer die Gefahr der Hydrolyse gegeben ist, wurde auf diese Reaktion verzichtet. Die Anbringung an das Trägerpolymer muss so stabil wie nur möglich sein, da es den Anforderungen an das Arzneimittelgesetz gewachsen sein muss. Hierbei gilt alles, was fest auf der Oberfläche verankert ist, nicht als Medikament im Sinne des Arzneimittelgesetzes.

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

Abbildung 17: Allgemeines Schema einer Carbodiimidreaktion

Für die Kopplung einer Carbonsäure mit einem Amin muss zuerst die Säure für eine Reaktion aktiviert werden. Dies geschieht über eine Aktivierung mit Carbodiimiden. Diese Reaktion wurde von Sheehan^[73] das erste Mal im Jahre 1955 beschrieben. Ursprünglich suchte man nach einem geeigneten Kondensationsmittel für die Bildung einer Peptidbindung.

[...]

---

^[1] http://www.fmc-ag.com/gb_2005/german/cont/dial_markt.htm.

^[2] Y. H. Kim, K. D. Park, D. K. Han, in Encyclopedia of polymeric materials (Ed.: J. C. Salamone), CRC Press LLC, Chicago, 1998, p. 825.

^[3] A. Gutierrez, A. Alvestrand, J. Bergstrom, H. Beving, B. Lantz, L. W. Henderson, Blood Purification 1994, 12, 95.

^[4] A. C. Hauser, K. Derfler, F. Stockenhuber, O. Janata, P. Balcke, Wiener Klinische Wochenschrift 1990, 102, 140.

^[5] T. Chandy, C. P. Sharma, Org. Coat. Appl. Polym. Sci. Proc 1987, 57, 299.

^[6] W. L. J. Hinrichs, H. W. M. ten Hoopen, G. H. M. Engbers, J. Feijen, Journal of Biomedical Materials Research 1997, 35, 443.

^[7] T. Chandy, C. P. Sharma, Journal of Colloid and Interface Science 1989, 130, 331.

^[8] M. T. Qurashi, H. S. Blair, S. J. Allen, Journal of Applied Polymer Science 1992, 46, 263.

^[9] K. Ishihara, N. Nakabayashi, Artifical Organs 1995, 19, 1215.

^[10] E. Bucha, G. Nowak, Germany, 1998.

^[11] K. Ishihara, K. Fukumoto, Y. Iwasaki, N. Nakabayashi, Biomaterials 1999, 20, 1545.

^[12] M. Weber, W. Heckmann, Polymer Bulletin 1998, 40, 227.

^[13] T. Koch, H. Ritter, Macromolecular Chemistry and Physics 1994, 195, 1709.

^[14] T. Graham, Philosophical Transactions of the Royal Society of London 1861, 151, 183.

^[15] http://de.wikipedia.org/wiki/Dialyse_%28Chemie%29

^[16] http://www.fmcag.com/internet/fmc/fmcag/de/agintpub.nsf/Content/Der_Beginn_der_Dialyse%3A_John_J._Abel_und_Georg_Haas_2004.

^[17] J. J. Abel, L. G. Rowntree, B. B. Turner, Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics 1914, 5, 275.

^[18] R. A. Odon, Justus-Liebig-Universität Gießen (Gießen), 2002.

^[19] G. Haas, Klinische Wochenschrift 1925, 4, 13.

^[20] http://www.dialysepatienten-schweinfurt.de/Geschichte/1924.jpg.

^[21] W. Thalhimer, Proceedings of the Society for Experimental Biology and Medicine 1938, 37, 641.

^[22] G. Haas, Deutsche Medizinische Wochenschrift 1952, 77, 1640.

^[23] W. J. Kolff, T. J. Berk, M. ter Welle, A. J. W. van der Ley, C. C. van Dijk, J. van Noordwijk, Geneesk Gids 1943, 21, 409.

^[24] http://www.dialysepatienten-schweinfurt.de/Geschichte/1945.jpg.

^[25] B. Scribner, R. Buri, J. Caner, R. Hegstrom, J. Burnell, Journal of the American Society of Nephrology 1998, 9, 719.

^[26] I. Uhlenbusch-Körwer, E. Bonnie-Schorn, A. Grassmann, J. Vienken, Understanding Membranes and Dialysers, 1 ed., Pabst Science Publishers, 2004.

^[27] W. Hellerich, G. Harsch, S. Haenle, Werkstoffführer Kunststoffe - Eigenschaften, Prüfungen, Kennwerte, 5 ed., Carl Hanser Verlag, München, Wien, 1989.

^[28] H.-G. Elias, Makromoleküle, 5 ed., Hüthig und Wepf Verlag, Basel, Heidelberg, New York, 1992.

^[29] B. Glasmacher, Hannover, 2007. 13 7

^[30] H. Strathmann, Chemie Ingenieur Technik 1977, 49, 412.

^[31] B. Nederlof, B. Mathieu, G. Seyffart, Biomedizinische Technik 1984, 29, 131.

^[32] R. F. Schmidt, G. Thews, Physiologie des Menschen, 26 ed., Springer Verlag, Berlin, Heidelberg, New York, 1995.

^[33] D. F. Williams, Definitions in biomaterials, Elsevier, Amsterdam, Oxford, 1987.

^[34] J. Hirsh, M. O'Donnell, J. I. Weitz, Blood 2005, 105, 453.

^[35] http://www.roempp.com/, Georg Thieme Verlag KG.

^[36] J. Sturzebecher, F. Markwardt, B. Voigt, G. Wagner, P. Walsmann, Thrombosis Research 1983, 29, 635.

^[37] J. Hauptmann, B. Kaiser, M. Paintz, F. Markwardt, Pharmazie 1989, 44, 282.

^[38] M. F. Gouzy, C. Sperling, K. Salchert, T. Pompe, U. Streller, P. Uhlmann, C. Rauwolf, F. Simon, F. Böhme, B. Voit, C. Werner, Biomaterials 2004, 25, 3493.

^[39] M. F. Gouzy, C. Sperling, K. Salchert, U. Streller, C. Rauwolf, F. Böhme, B. Voit, C. Werner, F. Simon, Jahresbericht IPF 2002.

^[40] M. F. Gouzy, C. Sperling, U. Streller, K. Salchert, F. Böhme, B. Voit, C. Werner, Polymer Preprints 2002, 43, 695.

^[41] K. Salchert, M. F. Gouzy, M. Glorius, A. Kühn, M. Nitschke, C. Werner, Acta Biomaterialia 2005, 1, 441.

^[42] M. Petitou, C. A. A. van Boeckel, Angewandte Chemie-International Edition 2004, 43, 3118.

^[43] J. M. Harris, Poly(Ethylene Glycol) Chemistry : Biotechnical and Biomedical Applications, Plenum Press, New York, 1992.

^[44] J. M. Harris, Poly(ethylene glycol) Chemistry and Biological Applications, American Chemical Society, Washington DC, 1997.

^[45] S. Pasche, Dissertation, Swiss Federal Institute of Technology Zurich, Zürich, 2004.

^[46] J. Piehler, Dissertation, Universität Tübingen, 1997.

^[47] P. D. Gershon, S. Khilko, Journal of Immunological Methods 1995, 183, 65.

^[48] R. G. Nuzzo, D. L. Allara, Journal of the American Chemical Society 1983, 105, 4481.

^[49] M. Müller, J. Meier-Haack, S. Schwarz, H. M. Buchhammer, K.-J. Eichhorn, A. Janke, B. Keßler, J. Nagel, M. Oelmann, T. Reihs, K. Lunkwitz, The Journal of Adhesion 2004, 80, 521

^[50] G. T. Hermanson, A. Krishna Mallia, P. K. Smith, Immobilized Affinity Ligand Techniques, 1 ed., Academic Press, 1992.

^[51] J. Y. Park, M. H. Acar, A. Akthakul, W. Kuhlman, A. M. Mayes, Biomaterials 2006, 27, 856.

^[52] S. P. Roux, E. P. Jacobs, A. J. van Reenen, C. Morkel, M. Meincken, Journal of Membrane Science 2006, 276, 8.

^[53] A. Higuchi, K. Shirano, M. Harashima, B. O. Yoon, M. Hara, M. Hattori, K. Imamura, Biomaterials 2002, 23, 2659.

^[54] A. Charlesby, Proceedings of the Royal Society of London Series a- Mathematical and Physical Sciences 1952, 215, 187.

^[55] A. Heger, Technologie der Strahlenchemie von Polymeren, Akademie-Verlag, Berlin, 1990.

^[56] M. Amiji, K. Park, Journal of Biomaterial Science Polymer Edition 1993, 4, 217.

^[57] http://tudresden.de/die_tu_dresden/fakultaeten/fakultaet_mathematik_und_naturwissenschaften/fachrichtung_chemie/pcp/forschung/polymersynthese.13 8

^[58] M. Stephan, D. Pospiech, R. Heidel, T. Hoffmann, D. Voigt, H. Dorschner, Polymer Degradation and Stability 2005, 90, 379.

^[59] D. J. T. Hill, D. A. Lewis, J. H. O'Donnell, A. K. Whittaker, Polymers for Advanced Technologies 1998, 9, 45.

^[60] S. Burkert, T. Schmidt, U. Gohs, H. Dorschner, K.-F. Arndt, Radiation Physics and Chemistry Proceedings of the 11th Tihany Symposium on Radiation Chemistry 2007, 76, 1324.

^[61] C. Zhao, X. Liu, S. Rikimaru, M. Nomizu, N. Nishi, Journal of Membrane Science 2003, 214, 179.

^[62] K. Ishihara, K. Fukumoto, Y. Iwasaki, N. Nakabayashi, Biomaterials 1999, 20, 1553.

^[63] T. Hasegawa, Y. Iwasaki, K. Ishihara, Biomaterials 2001, 22, 243.

^[64] B. Torrestiana-Sanchez, R. I. Ortiz-Basurto, E. Brito-De La Fuente, Journal of Membrane Science 1999, 152, 19.

^[65] R. P. Castro, Y. Cohen, H. G. Monbouquette, Journal of Membrane Science 1996, 115, 179.

^[66] Y. Q. Song, J. Sheng, M. Wei, X. B. Yuan, Journal of Applied Polymer Science 2000, 78, 979.

^[67] M. Ulbricht, M. Riedel, Biomaterials 1998, 19, 1229.

^[68] M. Ulbricht, M. Riedel, U. Marx, Journal of Membrane Science 1996, 120, 239.

^[69] Y. J. Kim, I. K. Kang, M. W. Huh, S. C. Yoon, Biomaterials 2000, 21, 121.

^[70] T. Ueda, H. Oshida, K. Kurita, K. Ishihara, N. Nakabayashi, Polymer Journal 1992, 24, 1259.

^[71] A. L. Lewis, P. D. Hughes, L. C. Kirkwood, S. W. Leppard, R. P. Redman, L. A. Tolhurst, P. W. Stratford, Biomaterials 2000, 21, 1847.

^[72] H. Baumann, A. Kokott, Journal of Biomaterials Science, Polymer Edition 2000, 11, 245.

^[73] J. C. Sheehan, J. J. Hlavka, Journal of American Chemical Society 1957, 79, 4528.